一、 建立一個標準的酶切反應
目前大多數研究者遵循一條規則，即10個單位的內切酶可以切割1μg不同來源和純度的DNA。通常，一個50μl的反應體系中，1μl的酶在1X NEBuffer終濃度及相應溫度條件下反應1小時即可降解1μg已純化好的DNA。如果加入更多的酶，則可相應縮短反應時間；如果減少酶的用量，對許多酶來說，相應延長反應時間（不超過16小時）也可完全反應。
二、 選擇正確的酶
不言而喻，選擇的酶在底物DNA上必須至少有一個相應的識別位點。識別堿基數目少的酶比堿基數目多的酶更頻繁地切割底物。假設一個GC含量50%的DNA鏈，一個識別4個堿基的酶將平均在每44（256）個堿基中切割一次；而一個識別6個堿基的酶將平均在每46（4096）堿基切割一次。內切酶的產物可以是粘端的（3'或5'突出端），也可以是平端的片段。粘端產物可以與相容的其它內切酶產物連接，而所有的平端產物都可以互相連接。相關信息參見目錄的Compatible Cohesive Ends And Recleavable Blunt Ends一文。

三、 酶
內切酶一旦拿出冰箱后應當立即置于冰上。酶應當是最后一個被加入到反應體系中（在加入酶之前所有的其它反應物都應當已經加好并已預混合）。酶的用量視在底物上的切割頻率而定。例如，超螺旋和包埋法切割的DNA通常需要超過1U/μg的酶才能被完全切割。參見目錄第244和264之切割質粒DNA和包埋法切割DNA。

四、 DNA
待切割的DNA應當已去除酚、氯仿、乙醇、EDTA、去污劑或過多鹽離子的污染，以免干擾酶的活性。DNA的甲基化也應該是酶切要考慮到的因素。關于甲基化的內容，參見第252頁至253頁之甲基化相關內容。

五、 緩沖液
對于每一種酶NEB都提供相應的最佳緩沖液，可保證幾乎100%的酶活性。使用時的緩沖液濃度應為1X。有的酶要求100μg/ml的BSA以實現最佳活性。在這種情況下，我們也相應提供100X的BSA（10mg/ml）。不需要BSA的酶如果加了BSA也不會受太大影響。關于緩沖液更詳細的信息參見第234頁。

六、 反應體積
內切酶活力單位的定義是：1小時內，50μl反應體積中，降解1μg的底物DNA所需的酶為一個活力單位。因此酶：DNA的反應比例可以由此確定。較小的反應體積更容易受到移液器誤差的影響。為了將甘油的濃度控制在5%以下，要注意酶的體積不要超過總體積的10%（一般酶都貯存于50%的甘油中）。

七、 混合
這是非常重要然而常常被忽略的一步。想要反應完全，必須使反應液充分混合。我們推薦用槍反復吸取混合，或是用手指輕彈管壁混合，然后再快速離心一下即可。注意：不可振蕩！

八、 反應溫度
大部分酶的反應溫度為37℃；從嗜熱菌中分離出來的內切酶則要求更高的溫度。一般為50-65℃不等。參看第244頁 Activity of thermophiles at 37℃。

九、 反應時間
1酶活單位的定義時間為1小時。如果加入的酶較多，可以相應地縮短反應時間；反之，如果加入的酶量較少，也可以延長時間以使反應達到完全。參見第241頁酶在反應中的存活時間。

十、 終止反應
如果不進行下一步酶切反應，可用終止液來終止反應。在NEB我們使用如下反應終止液：50%的甘油，50mM EDTA（pH8.0），和0.05%溴酚藍（10μl/50μl反應液）。如果要進行下一步酶切反應，可用熱失活法終止反應（65℃或85℃，20分鐘）。熱失活并不能適用于所有的酶，詳情參見第240頁熱失活表。此外，酚/氯仿抽提也可以用于終止反應。

十一、貯存
大部分酶應貯存于-20℃。少部分酶則須在-70℃長期保存。詳情請參見相關酶的DATA SHEET 或目錄相關部分。10X BUFFER 和100X BSA于-20℃保存。BSA不能與NEBuffer混合后保存，否則將會出現BSA沉淀。

十二、穩定性
每隔1-2個月都會對所有的酶有一個活性檢測；最近的一次檢測結果將被貼在售出的每一管酶上。通過三十多年來的經驗，我們發現大部分酶在推薦的保存緩沖液里在-20℃條件下十分穩定。高于-20℃條件下穩定性將有所降低。

十三、對照反應
如果發現您的DNA底物不能被成功切開，可以進行對照實驗以查明原因。具體方法如下：將不加內切酶的底物DNA（待切底物）與加入了內切酶的對照DNA（有多個已知酶切位點）同時進行反應。若實驗結果表明底物DNA降解，則說明DNA在純化過程中或反應液里引入了核酸酶污染；若實驗結果發現底物DNA保持完整，而對照DNA被成功切開，則可以排除酶質量的原因，此時可以將對照DNA和待切底物DNA混合起來再次進行反應，以確定樣品中是否有抑制劑。如果有抑制劑存在（通常是鹽、EDTA或酚），則混合物里的對照DNA也無法被切開。