生物芯片發展至今有很多名稱和類型，通常將樣品的制備，生化反應、結果的檢測和分析這三步不同步驟集成為不同用途的生物芯片，據此分為不同的類型。例如用于樣品制備的生物芯片，生化反應生物芯片及各種檢測用生物芯片等。基因芯片技術發展的最終目標是將從樣品制備、雜交反應到信號檢測的整個生化檢測分析過程集成到芯片上以獲得微型全分析系統（micro total analytical system）或稱所謂的"芯片實驗室"（Lab-on-Chip）。使用縮微芯片實驗室，就可以在一個封閉的系統內以很短的時間完成從原始樣品到獲取所需分析結果的全套操作。（相關的英文名計有：Microarray、BioChip、 BioArray、GeneChip、 DNAChip、DNA Microarray、 Mirofluidics Chip、 Microelectronic Chip、Lab-on-Chip）

樣品制備芯片的目的是將通常需要在實驗室進行的多個操作步驟集成于微芯片上。目前，樣品制備芯片主要通過升溫、變壓脈沖以及化學裂解等方式對細胞進行破碎，通過微濾器、介電電泳等手段實現生物大分子的分離。

生化反應芯片即在芯片上完成生物化學反應。與傳統生化反應過程的區別主要在于它可以高效、快速地完成生物化學反應。例如，在芯片上進行PCR反應，可以節約實驗試劑，提高反應速度，并可完成多個片段的擴增反應。通常我們在對微量核酸樣品進行檢測時必需事先對其進行一定程度的擴增，所以用于PCR的芯片無疑為快速大量擴增樣品多個DNA片段提供了有力的工具。

檢測芯片顧名思義是用來檢測生物樣品的。例如用毛細管電泳芯片進行DNA突變的檢測，用于表達譜檢測、突變分析、多態性測定的DNA微點陣芯片（也稱DNA芯片、基因芯片），用于大量不同蛋白檢測和表位分析的蛋白或多肽微點陣芯片（也稱蛋白或多肽芯片）。

芯片實驗室是生物芯片技術發展的最終目標。它通過微細加工工藝制作的微濾器、微反應器、微泵、微閥門、微電極等將樣品的制備、生化反應到檢測分析的整個過程集約化形成微型分析系統，從而極大地縮短的檢測和分析時間，節省了實驗材料。

現在，已經有由加熱器、微泵、微閥、微流量控制器、微電極、電子化學和電子發光探測器等組成的芯片實驗室問世，并出現了將生化反應、樣品制備、檢測和分析等部分集成的芯片。例如可以將樣品的制備和PCR擴增反應同時完成于一塊小小的芯片之上。再如Gene Logic公司設計制造的生物芯片可以從待檢樣品中分離出DNA或RNA，并對其進行熒光標記，然后當樣品流過固定于柵欄狀微通道內的寡核苷酸探針時便可捕獲與之互補的靶核酸序列。應用其自己開發的檢測設備即可實現對雜交結果的檢測與分析。這種芯片由于寡核苷酸探針具有較大的吸附表面積，所以可以靈敏地檢測到稀有基因的變化。同時，由于該芯片設計的微通道具有濃縮和富集作用，所以可以加速雜交反應，縮短測試時間，從而降低了測試成本。

目前我們最常見的生物芯片要數基因芯片（Gene Chip）。在基因芯片中又要數基因表達譜芯片的應用最為廣泛，技術上也最成熟。這種芯片可以檢測整個基因組范圍的眾多基因表達水平的變化，但對芯片點陣的密度要求較高，目前能見到的芯片產品中基因數量從幾千到幾萬不等。表達譜芯片可以分析2組或2組以上不同來源的mRNA轉錄豐度的差異，通過計算雜交信號的比值(Ratio值)和統計分析，可以獲得差異表達基因的信息，同時還可以用聚類分析算法研究在功能或表達調控上具有相關性的基因，最終為研究基因功能和基因遺傳網絡提供有力手段。表達譜芯片研究流程相對繁雜，包括樣本制備、熒光標記、雜交、芯片掃描、芯片圖象處理和基因表達信息分析。

基因芯片技術主要包括四個主要步驟：芯片制備、樣品制備、雜交反應和信號檢測以及結果分析。

芯片制備 目前制備芯片主要以玻璃片或硅片為載體。通常比較典型的制備方法有3種：（1）原位合成法（2）合成點樣法 又根據是否與芯片的表面接觸分為化學噴射法和接觸式點涂法（3）壓電法，從而將靶基因作為探針按順序排列在載體上。靶基因可分為基因組DNA、cDNA（或人工合成DNA）。目前，以cDNA的研究為主，因為cDNA是染色體上編碼蛋白質的DNA序列，有醫療和其他領域的研究價值和商業價值。芯片的制備除了用到微加工工藝外，還需要使用機器人技術。以便能快速、準確地將探針放置到芯片上的指定位置。

原位合成法 以Affymetrix公司開發的光引導聚合法為代表，它不僅可用于寡聚核苷酸的合成，也可用于合成寡肽分子。光引導聚合技術是照相平板印刷技術（ photolithography ）與傳統的核酸、多肽固相合成技術相結合的產物。照相平板印刷技術由Fordor在Affymetrix公司發展起來。在一塊玻璃片上無光罩掩蔽區的光敏基團修飾的脫氧核苷酸取代，之后用光罩保護新的確定區域，再進行上述這過程，如此循環保護和偶聯的過程最終在玻璃片上的不同點合成特征性的寡核苷酸。其主要特征是：①可在芯片上根據已知序列原位合成，省去了麻煩的樣品處理過程；②使用合成試劑將芯片之間的差異減少到最��；③能得到高密度的陣列。半導體技術中曾使用照相平板技術法在半導體硅片上制作微型電子線路。固相合成技術是當前多肽、核酸人工合成中普遍使用的方法，技術成熟且已實現自動化。二者的結合為合成高密度核酸探針及短肽陣列提供了一條快捷的途徑。以合成寡核苷酸探針為例，該技術主要步驟為：首先使支持物羥基化，并用光敏保護基團將其保護起來。每次選取擇適當的蔽光膜（ mask ）使需要聚合的部位透光，其它部們不透光。這樣，光通過蔽光膜照射到支持物上，受光部位的羥基解保護。因為合成所用的單體分子一端按傳統固相合成方法活化，另一端受光敏保護基的保護，所以發生偶聯的部位反應后仍舊帶有光敏保護基團。因此，每次通過控制蔽光膜的圖案（透光與不透光）決定哪些區域應被活化，以及所用單體的種類和反應次序就可以實現在待定位點合成大量預定序列寡聚體的目的。該方法的主要優點是可以用很少的步驟合成極其大量的探針陣列。例如，合成 48 （ 65536 ） 個探針的 8 聚體寡核苷酸序列僅需 4 × 8=32 步操作， 8 小時就可以完成。而如果用傳統方法合成然后點樣，那么工作量的巨大將是不可思議的。同時，用該方法合成的探針陣列密度可高達到 106/cm2 。不過，盡管該方法看來比較簡單，實際上并非如此。主要原因是，合成反應每步產率比較低，不到 95% 。而通常固相合成反應每步的產率在 99% 以上。因此，探針的長度受到了限制。而且由于每步去保護不很徹底，致使雜交信號比較模糊，信噪比降低。為此有人將光引導合成技術與半異體工業所用的光敏抗蝕技術相結合，以酸作為去保護劑，使每步產率增加到 98% 。原因是光敏抗蝕劑的解離對照度的依賴是非線性的，當照度達到特定的閾值以上保護劑就會解離。所以，該方法同時也解決了由于蔽光膜透光孔間距離縮小而引起的光衍射問題，有效地提高了聚合點陣的密度。另據報導，利用波長更短的物質波如電子射線去除保護可使點陣密度達到 1010/cm2 。

合成點樣法 以Incyte Pharmaceutical公司和Stanford大學為代表．這一方法在多聚物的設計方面與前者相似，合成工作用傳統的 DNA 或多肽固相合成儀完成，只是合成后用特殊的自動化微量點樣裝置將其以比較高的密度涂布于硝酸纖維膜、尼龍膜或玻片上。支持物應事先進行特定處理，例如包被以帶正電荷的多聚賴酸或氨基硅烷。生物樣品通過虹吸作用載入加樣針器，然后通過直接物理接觸傳送至芯片底物的固相表面。每一輪點擊完成后，加樣針被徹底沖洗以免交叉污染，然后再載入新的樣品開始下一輪打點過程。全部操作由自動控制的機器人系統和多道打印頭來完成。該技術首先由Schena、Shalon和Brown在95年發展起來，Synteni公司完成商品化。主要優點是：保持樣品原型，操作迅速，成本低廉，用途廣泛。缺點是：樣品必須預先合成，需要一系列的純化及儲存等后續過程；密度達不到類似照相平板印刷術的水平。不過經過改進的話，最終可在6.5cm2的范圍內容納100000個核酸位點，從而為從事基礎研究的實驗室廣泛采用�，F在已有比較成型的點樣裝置出售，如美國 Biodot 公司的點膜產品以及 Cartesian Technologies 公司的 PixSys NQ/PA 系列產品。

壓電打印法 以美國Incyte Pharmaceuticals為代表使用壓電打印法進行原位合成。其裝置與普通的彩色噴墨打印機并無兩樣，所用技術也是常規的固相合成方法。做法是將生化樣品加載入袖珍噴嘴（有壓電感應裝置），如將墨盒中的墨汁分別用四種堿基合成試劑所替代，通過計算機控制在電流控制下噴嘴的有序開放和關閉使得精確量的樣品液體噴射在預設的底物位點表面（固定是一個琥珀酰酯代反應過程）。之后噴嘴得到清洗后再加樣，如此循環，噴出一系列的陣列來。沖洗、去保護、偶聯等則同于一般的固相原位合成技術。如此類推，可以合成出長度為 40 到 50 個堿基的探針，每步產率也較前述方法為高，可達到 99% 以上。）優點：這種方法允許幾乎用任何感興趣的樣品做生物芯片，包括cDNA、基因組DNA、抗體和小分子物質；無接觸制片、壓電式傳送理論上允許高速高密度制備，目前可做到10000cDNA/cm2，非常適合于做基因組分析。

樣品制備 生物樣品往往是復雜的生物分子混合體，除少數特殊樣品外，一般不能直接與芯片反應，而且由于靈敏度所限，多數方法需要在標記和分析前對樣品進行適當程序的提取、擴增，獲取其中的蛋白質或DNA、RNA，然后用熒光標記，以提高檢測的靈敏度和使用者的安全性。 目前，不過也有不少人試圖繞過這一問題，如 Mosaic Technologies 公司引入的固相 PCR 方法，引物特異性強，無交叉污染并且省去了液相處理的煩瑣； Lynx Therapeutics 公司引入的大規模并行固相克隆法 (Massively parallel solid-phase cloning) ，可在一個樣品中同時對數以萬計的 DNA 片段進行克隆，且無需單獨處理和分離每個克隆。

雜交反應和信號檢測 雜交反應是熒光標記的樣品與芯片上的探針進行的反應產生一系列信息的過程。選擇合適的反應條件能使生物分子間反應處于最佳狀況中，減少生物分子之間的錯配率。在雜交反應完成后，將矩陣插入雜交模式被檢測的掃描儀中。當已經結合在目標上的熒光發出光時，雜交數據就被收集了。探針與目標明顯地相匹配時通常產生的信號比不匹配的要強。既然在矩陣上每個探針的序列和位置是已知的，應用探針矩陣，目標核苷酸的特性就能被確定了。

顯色和分析測定方法主要為熒光法，其重復性較好，不足的是靈敏度仍較低。目前正在發展的方法有質譜法、化學發光法、光導纖維法等。以熒光法為例，當前主要的檢測手段是激光共聚焦顯微掃描技術，以便于對高密度探針陣列每個位點的熒光強度進行定量分析。因為探針與樣品完全正常配對時所產生的熒光信號強度是具有單個或兩個錯配堿基探針的 5-35 倍，所以對熒光信號強度精確測定是實現檢測特異性的基礎。但熒光法存在的問題是，只要標記的樣品結合到探針陣列上后就會發出陽性信號，這種結合是否為正常配對，或正常配對與錯配兼而有之，該方法本身并不能提供足夠的信息進行分辨。對于以核酸雜交為原理的檢測技術，熒光檢測法的主要過程為：首先用熒光素標記擴增（也可以有其它放大技術）過的靶序列或樣品，然后與芯片上的大量探針進行雜交，將未雜交的分子洗去（如果用實時熒光檢測可省去此步 ）這時，用落射熒光顯微鏡或其它熒光顯微裝置對片基進行掃描，采集每點熒光強度并對其進行分析比較。前已述及，由于正常的 Watson-Crick 配對雙鏈要比具有錯配堿基的雙鏈分子具有較高的熱力學穩定性。所以，如果探針與樣品分子在不位點配對有差異則該位點熒光強度就會有所不同，而且熒光信號的強度還與樣品中靶分子的含量呈一定的線性關系。當然，由于檢測原理及目的不同，樣品及數據的處理也自然有所不同，甚至由于每種方法的優缺點各異以至于分析結果不盡一致。除了以上常用的檢測方式外，還有一種思路上很新穎的方法，叫光纖DNA生物傳感器微陣列（fiber-optic DNA biosensor microarray），將生物傳感器與微陣列的優勢結合了起來。它是將合成的氰尿酰氯活化的寡核苷酸探針固定在直徑200um的光導纖維的末端上（傳感器敏感膜），然后若干固定有不同探針的光導纖維合成一束，形成一個微陣列的傳感裝置，其探針末端可以伸入樣品溶液中，雜交的熒光信號由另一偶聯的CCD相機接受。整個操作分析可以在5 min內完成。而且傳感器敏感膜還可以經過洗滌后再生利用。這咱將傳感器與微陣列結合起來的方法特別便于操作雜交分析不方便的環境和不具備激光共聚焦顯微鏡這樣昂貴檢測設備的地方，如臨床檢測診斷，對于普及并行的多基因分析有重要的意義。